Применение диффузионных камер для макрокапсуляции клеток: от концепции до клинических испытаний (обзор литературы)

Макрокапсуляция клеток позволяет изолировать донорский биоматериал от влияния организма реципиента. Степень изоляции может варьироваться от механического отграничения клеток донора в пределах сайта имплантации до полной иммунной изоляции пересаживаемого биологического материала. Диффузионная камера стала первым устройством, использованным для макрокапсуляции. Начальный этап исследования данной методики был направлен на расширение спектра имплантации клеток и тканей в аллогенных и ксеногенных моделях и на уточнение механизмов, лежащих в основе реакции отторжения трансплантата. В дальнейшем конструкция диффузионной камеры претерпела ряд изменений, которые обусловили современное применение метода макрокапсуляции. Производное диффузионной камеры – инженерная камера в комплексе с артериовенозным шунтом (АВШ) используется как инструмент тканевого моделирования для создания мягкотканевых лоскутов различного состава с осевым типом кровоснабжения. Альтернативная конструкция проточной камеры позволяет формировать мягкотканевые лоскуты на интактных сосудах. Инженерная камера также используется для выращивания различных видов тканей и фрагментов органов (сердечная поперечнополосатая мышечная ткань, лимфоидная ткань, фрагменты печени, тимуса, поджелудочной железы). Отдельным направлением в изучении спектра практического применения диффузионной камеры является разработка и апробация методов трансплантации островковых клеток поджелудочной железы в организм животных при создании алло- и ксеногенных экспериментальных моделей для лечения сахарного диабета. Некоторые устройства уже проходят клинические испытания и доступны в виде продукта для проведения экспериментальных исследований.

1. Algire G.H., Weawer J.M., Prehn R.T. The diffusion chamber technique applied to the homograft resistance mechanisms. J. Natl. Cancer Inst. 1954;15(13):509–517.

2. Weawer J.M., Algire G.H., Prehn R.T. The growth of cells in vivo in diffusion chambers. II. The role of cells in the destruction of homografts in mice. J. Nat. Cancer Inst. 1955;15(16):1737–1767. URL: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/14381895/ (24.10.2024).

3. Algire G.H., Borders M.L., Evans V.J. Studies of heterografts in dif fusion chambers in mice get access arrow. J. Nat. Cancer Inst. 1958;20(6):1187–1201. DOI: 10.1093/jnci/20.6.1187.

4. Liu P., Wang W., Ma N., Li Y., Yang Z., Tang Y. Prefabrication vascularized skin flap using an arteriovenous loop prefabricated flap with arteriovenous loop: An experimental study in minipigs. J. Craniofac. Surg. 2023;34(3):255–259. DOI: 10.1097/SCS.0000000000009172.

5. Ходжамурадов Г.М., Шаймонов А.Х., Исмоилов М.М., Саидов М.С. Реконструктивно пластическая хирургия отдаленных последствий ожогов нижних конечностей. Вестник СурГУ. Медицина. 2024;17(1):67–72. DOI: 10.35266/2949-3447-2024-1-10.

6. Чень Х., Мудунов А.М., Азизян Р.И., Пустынский И.Н., Стельмах Д.К. Реконструктивные операции с использованием свободного лучевого лоскута при раке полости рта. Опухоли головы и шеи. 2020;10(2):61–68. DOI: 10.17650/2222-1468-2020-10-2-61-68.

7. Шарапо А.С., Ивашков В.Ю., Мудунов А.М. Болотин М.В., Бектемиров М., Распортинова А.Э. Результаты использования свободных остеомиофасциальных трансплантатов для одномоментной реконструкции комбинированных пострезекционных дефектов лица с интраоральным компонентом. Опухоли головы и шеи. 2020;10(2):22–29. DOI: 10.17650/2222-1468-2020-10-2-22-29.

8. Qiao Z., Wang X., Li Q., Zan T., Gu B., Sun Y. Total face reconstruction with flap prefabrication and soft tissue expansion techniques. Plastic & Reconstructive Surgery. 2024;153(4):928–932. DOI: 10.1097/PRS.0000000000010808.

9. Zhan W., Marre D., Mitchell G.M., Morrison W.A., Lim S.Y. Tissue engineering by intrinsic vascularization in an in vivo tissue engineering chamber. J. Vis. Exp. 2016;(111):1–7. DOI: 10.3791/54099.

10. Yap K.K., Yeoh G.C., Morrison W.A., Mitchell G.M. The vascularised chamber as an in vivo bioreactor. Trends Biotechnol. 2018;36(10):1011– 1024. DOI: 10.3791/54099.

11. Лобанова Н.Ю., Чичерина Е.Н., Мальчикова С.В., Максимчук-Колобова Н.С. Напряжение сдвига на эндотелии стенки сонной артерии и кальциноз коронарных артерий у пациентов с гипертонической болезнью. Южно-Российский журнал терапевтической практики. 2022;3(3):60–67. DOI: 10.21886/2712-8156-2022-3-3-60-67.

12. Rosenfeld D., Landau S., Shandalov Y., Raindel N., Freiman A., Shor E. et al. Morphogenesis of 3D vascular networks is regulated by tensile forces. Proc. Natl. Acad. Sci. 2016;113(12):3215–3220. DOI: 10.1073/pnas.1522273113.

13. Dorland Y.L., Huveneers S. Cell-cell junctional mechanotransduction in endothelial remodeling. Cell. Mol. Life Sci. 2017;74(2):279–292. DOI: 10.1007/s00018-016-2325-8.

14. Yuan Q., Arkudas A., Horch R.E., Hammon M., Bleiziffer O., Uder M. Vascularization of the arteriovenous loop in a rat isolation chamber model-quantification of hypoxia and evaluation of its effects. Tissue Eng. 2017;24(9–10):719–728. DOI: 10.1089/ten.TEA.2017.0262.

15. Hauser P.V., Zhao L., Chang H.M., Yanagawa N., Hamon M. In vivo vascularization chamber for the implantation of embryonic kidneys. Tissue Eng. Part C Methods. 2024;30(2):63–72. DOI: 10.1089/ten. TEC.2023.0225.

16. Kong A.M., Yap K.K., Lim S.Y., Marre D., Pébay A., Gerrand Y.W. et al. Bioengineering a tissue flap utilizing a porous scaffold incorporating a human induced pluripotent stem cell-derived endothelial cell capillary network connected to a vascular pedicle. Acta Biomaterialia. 2019;94:281–294. DOI: 10.1016/j.actbio.2019.05.067.

17. Weigand A., Horch R.E., Boos A.M., Beier J.P., Arkudas A. The arteriovenous loop: Engineering of axially vascularized tissue. Eur. Surg. Res. 2018;59(3–4):286–299. DOI: 10.1159/000492417.

18. Юрова К.А., Мелащенко Е.С., Хазиахматова О.Г., Малащенко В.В., Мелащенко О.Б., Шунькин Е.О и др. Мезенхимные стволовые клетки: краткий обзор классических представлений и новых факторов остеогенной дифференцировки. Медицинская иммунология. 2021;23(2):207–222. DOI: 10.15789/1563-0625-MSC-2128.

19. Eweida A.M., Nabawi A.S., Abouarab M., Kayed M., Elhammady H., Etaby A. et al. Enhancing mandibular bone regeneration and perfusion via axial vascularization of scaffolds. Clin. Oral. Invest. 2014;18(6):1671– 1678. DOI: 10.1007/s00784-013-1143-8.

20. Arkudas A., Lipp A., Buehrer G., Arnold I., Dafinova D., Brandl A., Beier J.P. et al. Pedicled transplantation of axially vascularized bone constructs in a critical size femoral defect. Tissue Eng. 2018;24(5–6):479– 492. DOI: 10.1089/ten.TEA.2017.0110.

21. Boos A.M., Loew J.S., Weigand A., Deschler G., Klumpp D., Arkudas A. et al. Engineering axially vascularized bone in the sheep arteriovenousloop model. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2013;7:654–664. DOI: 10.1002/term.1457.

22. Kim H.Y., Lee J.H., Lee H.A.R., Park J.S., Woo D.K., Lee H.C. et al. Sustained release of BMP-2 from porous particles with leaf-stacked structure for bone regeneration. ACS Appl. Mater Interfaces. 2018;10(25):21091– 21102. DOI: 10.1021/acsami.8b02141.

23. Eweida A., Schulte M., Frisch O., Kneser U., Harhaus L. The impact of various scaffold components on vascularized bone constructs. J. Craniomaxillofac. Surg. 2017;45(6):881–890. DOI: 10.1016/j.jcms.2017.02.016.

24. Buehrer G., Balzer A., Arnold I., Beier J.P., Koerner C., Bleiziffer O. et al. Combination of BMP2 and MSCs significantly increases bone formation in the rat arterio-venous loop model. Tissue Eng. 2015;21(1–2):96–105. DOI: 10.1089/ten.TEA.2014.0028.

25. Messina A., Bortolotto S.K., Cassell O.C, Kelly J., Abberton K.M., Morrison W.A. Generation of a vascularized organoid using skeletal muscle as the inductive source. FASEB J. 2005;19(11):1570–1572. DOI: 10.1096/fj.04-3241fje.

26. Witt R., Weigand A., Boos A.M., Cai A., Dippold D., Boccaccini A.R. et al. Mesenchymal stem cells and myoblast differentiation under HGF and IGF-1 stimulation for 3D skeletal muscle tissue engineering. BMC Cell. Biol. 2017;18(1):15–31. DOI: 10.1186/s12860-017-0131-2.

27. Dippold D., Cai A., Hardt M., Boccaccini A.R., Horch R., Beier J.P. Novel approach towards aligned PCL-collagen nanofibrous constructs from a benign solvent system. Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 2017;72:278–283. DOI: 10.1016/j.msec.2016.11.045.

28. Tee R., Morrison W.A., Dilley R.J. A novel microsurgical rodent model for the transplantation of engineered cardiac muscle flap. Microsurgery. 2018;38(5):544–552. DOI: 10.1002/micr.30325.

29. Hussey A.J., Winardi M., Han X.L., Thomas G.P., Penington A.J., Morrison W.A. et al. Seeding of pancreatic islets into prevascularized tissue engineering chambers. Tissue Eng. 2009;15(12):823–833. DOI: 10.1089/ten.TEA.2008.0682.

30. Tilkorn D.J., Bedogni A., Keramidaris E., Han X., Palmer J.A., Dingle A.M. et al. Implanted myoblast survival is dependent on the degree of vascularization in a novel delayed implantation/prevascularization tissue engineering model. Tissue Eng. 2010;16(1):165–170. DOI: 10.1089/ten.TEA.2009.0075.

31. Ludwig B., Ludwig S. Transplantable bioartificial pancreas devices: current status and future prospects. Langenbecks Arch. Surg. 2015;400(5):531–540. DOI: 10.1007/s00423-015-1314-y.

32. Bellofatto K., Moeckli B., Wassmer C.H., Laurent M., Oldani G., Andres A. et al. Bioengineered islet cell transplantation. Curr. Transpl. 2021;8:57–66. DOI: 10.1007/s40472-021-00318-1.

33. Hoosain J., Hamad E. Adverse effects of immunosuppression: nephrotoxicity, hypertension, and metabolic disease. Handb. Exp. Pharmacol. 2022;272:337–348. DOI: 10.1007/164_2021_547.

34. Qin T., Smink A.M., de Vos P. Enhancing longevity of immunoisolated pancreatic islet grafts by modifying both the intracapsular and extracapsular environment. Acta Biomater. 2023;167:38–53. DOI: 10.1016/j.actbio.2023.06.038.

35. Song S., Roy S. Progress and challenges in macroencapsulation approaches for type 1 diabetes (T1D) treatment: Cells, biomaterials, and devices. Biotechnol. Bioeng. 2016;113(7):1381–1402. DOI: 10.1002/bit.25895.

36. Lamb M., Storrs R., Li S., Liang O., Laugenour K., Dorian R. et al. Function and viability of human islets encapsulated in alginate sheets: in vitro and in vivo culture. Transplant. Proc. 2011;43(9):3265–3266. DOI: 10.1016/j.transproceed.2011.10.028.

37. Iwata H., Arima Y., Tsutsui Y. Design of bioartificial pancreases from the standpoint of oxygen supply. Artificial Organs. 2018;42(8):168–185. DOI: 10.1111/aor.13106.

38. O’Sullivan E.S., Vegas A., Anderson D.G., Weir G.C. Islets transplanted in immunoisolation devices: A review of the progress and the challenges that remain. Endocr. Rev. 2011;32(6):827–844. DOI: 10.1210/er.2010-0026.

39. Shapiro A.M.J., Thompson D., Donner T.W., Bellin M.D., Hsueh W., Pettus J. et al. Insulin expression and C-peptide in type 1 diabetes subjects implanted with stem cell-derived pancreatic endoderm cells in an encapsulation device. Cell Rep. Med. 2021;2(12):1–14. DOI: 10.1016/j.xcrm.2021.100466.

40. Barkai U., Weir G.C., Colton C.K., Ludwig B., Bornstein S.R., Brendel M.D. et al. Enhanced Oxygen Supply Improves Islet Viability in a New Bioartificial Pancreas Uriel. Cell Transplant. 2013;22(8):1463– 1476. DOI: 10.3727/096368912X657341.

41. Carlsson P.O., Espes D., Sedigh A., Rotem A., Zimerman B., Grinberg H. et al. Transplantation of macroencapsulated human islets within the bioartificial pancreas βAir to patients with type 1 diabetes mellitus. Am. J. Transplant. 2018;18(7):1735–1744. DOI: 10.1111/ajt.14642.

42. An D., Wang L.H., Ernst A.U., Chiu A., Lu Y.C., Flanders J.A. et al. An atmosphere-breathing refillable biphasic device for cell replacement therapy. Advanced Materials. 2019;31(52):1–12. DOI: 10.1002/adma.201905135.

43. Groot Nibbelink M., Skrzypek K., Karbaat L., Both S., Plass J., Klomphaar B. et al. An important step towards a prevascularized islet microencapsulation device: in vivo prevascularization by combination of mesenchymal stem cells on micropatterned membranes. J. Sci. Mater. Med. 2018;29(11):174–184. DOI: 10.1007/s10856-018-6178-6.

44. Skrzypek K., Nibbelink M.G., Karbaat L.P., Karperien M., van Apeldoorn A., Stamatialis D. An important step towards a prevascularized islet macroencapsulation device-effect of micropatterned membranes on development of endothelial cell network. J. Mater. Sci. Mater. Med. 2018;29(7):91–105. DOI: 10.1007/s10856-018-6102-0.

45. Lee J.H., Parthiban P., Jin G.Z., Knowles J.C., Kim H.W. Knowles materials roles for promoting angiogenesis in tissue regeneration. Prog. Mater. Sci. 2021;117:1007–1032. DOI: 10.1016/j.pmatsci.2020.100732.

46. Liu Q., Wang X., Chiu A., Liu W., Fuchs S., Wang B. et al. A zwitterionic polyurethane nanoporous device with low foreign-body response for islet encapsulation. Adv. Mater. 2021;33(39):1–25. DOI: 10.1002/adma.202102852.

47. Tan R.P., Chan A.H.P., Wei S., Santos M., Lee B.S.L., Filipe E.C. et al. Bioactive materials facilitating targeted local modulation of inflammation. JACC Basic Transl. Sci. 2019;4(1):56–71. DOI: 10.1016/j.jacbts.2018.10.004.

48. Tan R.P., Hallahan N., Kosobrodova E., Michael P.L., Wei F., Santos M. et al. Bioactivation of encapsulation membranes reduces fibrosis and enhances cell survival. ACS Appl. Mater. Interfaces. 2020;12(51):56908– 56923. DOI: 10.1021/acsami.0c20096.

49. Qin T., Smink A.M., de Vos P. Enhancing longevity of immunoisolated pancreatic islet grafts by modifying both the intracapsular and extracapsular environment. Acta Biomater. 2023;167:38–53. DOI: 10.1016/j.actbio.2023.06.038.