Уровень оксидативного стресса в эндотелиальных клетках, культивируемых в присутствии митомицина С

Обоснование. Атеросклероз – одна из ведущих патологий сердечно-сосудистой системы. Показано, что одним из факторов риска данного заболевания является повреждение ДНК эндотелиальных клеток, приводящее к эндотелиальной дисфункции и вызванное воздействием на клетки мутагена митомицина С (ММС). ММС оказывает алкилирующее действие на ДНК и вовлечен в процесс формирования оксидативного стресса, также являющегося фактором риска развития атеросклероза.
Цель исследования: оценить уровень маркеров оксидативного стресса в культурах первичных эндотелиальных клеток человека, экспонированных мутагеном алкилирующего механизма действия ММС.
Материал и методы. Материалом исследования послужили коммерческие культуры первичных эндотелиальных клеток коронарной (HCAEC) и внутренней грудной (HITAEC) артерий человека, культивируемые в присутствии 500 нг/мл ММС (экспериментальная группа) и без мутагенной нагрузки (контрольная группа). Уровень активных форм кислорода, азота и 8-OH-дезоксигуанозина (8-OHdG) определяли в культуральной среде методом иммуноферментного анализа (ИФА). Относительную длину теломерных участков ДНК эндотелиальных клеток, а также экспрессию генов TERT и POT1 оценивали с помощью метода количественной полимеразной цепной реакции (кПЦР) с детекцией продуктов амплификации в режиме реального времени. Статистическую обработку результатов исследования проводили в программе GraphPad Prism 9.
Результаты. В результате проведенной работы установлено, что концентрация активных форм кислорода, реактивных форм азота (NO2 –, NO3 –, NO2 –/NO3 –) и 8-OHdG статистически значимо не различалась в экспериментальной и контрольной группах клеток HCAEC и HITAEC. При этом в экспонированных ММС клетках HCAEC и HITAEC отмечено уменьшение относительной длины теломерных участков ДНК по сравнению с неэкспонированным контролем (10,97 против 27,03 в клетках HCAEC, p = 0,002 и 9,12 против 25,64 в клетках HITAEC, p = 0,001). Кроме того, в экспонированных ММС клетках HCAEC установлено 1,75-кратное повышение экспрессии гена POT1 относительно контроля (p = 0,019). Ген TERT не экспрессировался ни в одной из изученных групп.
Заключение. Мутаген алкилирующего механизма действия ММС в эксперименте in vitro не вызывает выраженный оксидативный стресс в культурах первичных эндотелиальных клеток человека. Формирование эндотелиальной дисфункции, ассоциированной с экспозицией клеток ММС, обусловлено, главным образом, генотоксическим стрессом, связанным с алкилированием ДНК эндотелиальных клеток.

1. Global, regional, and national age-sex-specifi c mortality for 282 causes of death in 195 countries and territories, 1980–2017: A systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 2018;392(10159):1736–1788. DOI: 10.1016/S0140-6736(18)32203-7.

2. Libby P. The changing landscape of atherosclerosis. Nature. 2021;592(7855):524–533. DOI: 10.1038/s41586-021-03392-8.

3. Кутихин А.Г., Синицкий М.Ю., Понасенко А.В. Роль мутагенеза в развитии атеросклероза. Комплексные проблемы сердечно-сосудистых заболеваний. 2017;(1):92–101. DOI: 10.17802/2306-1278-2017-1-92-101.

4. Borghini A., Cervelli T., Galli A., Andreassi M.G. DNA modifi cations in atherosclerosis: From the past to the future. Atherosclerosis. 2013;230(2):202–209. DOI: 10.1016/j.atherosclerosis.2013.07.038.

5. Nair J., De Flora S., Izzotti A., Bartsch H. Lipid peroxidation-derived etheno-DNA adducts in human atherosclerotic lesions. Mutat. Res. 2007;621(1–2):95–105. DOI: 10.1016/j.mrfmmm.2007.02.013.

6. Синицкий М.Ю., Цепокина А.В., Кутихин А.Г., Шишкова Д.К., Понасенко А.В. Профиль генной экспрессии в эндотелиальных клетках, культивируемых в присутствии митомицина С. Биомедицинская химия. 2021;67(3):130–136. DOI: 10.18097/PBMC20216702130.

7. Lee Y.J., Park S.J., Ciccone S.L., Kim C.R., Lee S.H. An in vivo analysis of MMC-induced DNA damage and its repair. Carcinogenesis. 2006;27(3):446–453. DOI: 10.1093/carcin/bgi254.

8. Klaunig J.E., Wang Z., Pu X., Zhou S. Oxidative stress and oxidative damage in chemical carcinogenesis. Toxicol. Appl. Pharmacol. 2011;254(2):86–99. DOI: 10.1016/j.taap.2009.11.028.

9. Sims F.H. A comparison of coronary and internal mammary arteries and implications of the results in the etiology of atherosclerosis. Am. Heart J. 1983;105(4):560–566.

10. Cawthon R.M. Telomere measurement by quantitative PCR. Nucleic Acids Res. 2002;30(10):e47. DOI: 10.1093/nar/30.10.e47.

11. Bustin S.A., Benes V., Garson J.A., Hellemans J., Huggett J., Kubista M. et al. The MIQE guidelines: Minimum information for publication of quantitative real-time PCR experiments. Clin. Chem. 2009;55(4):611–622. DOI: 10.1373/clinchem.2008.112797.

12. Gnad-Vogt S.U., Hofheinz R.D., Saussele S., Kreil S., Willer A., Willeke F. et al. Pegylated liposomal doxorubicin and mitomycin C in combination with infusional 5-fl uorouracil and sodium folinic acid in the treatment of advanced gastric cancer: Results of a phase II trial. Anticancer Drugs. 2005;16(4):435–440. DOI: 10.1097/00001813-200504000-00010.

13. Cadet J., Davies K.J.A., Medeiros M.H., Di Mascio P., Wagner J.R. Formation and repair of oxidatively generated damage in cellular DNA. Free Radic. Biol. Med. 2017;107:13–34. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2016.12.049.

14. Radi R. Peroxynitrite, a stealthy biological oxidant. J. Biol. Chem. 2013;288(37):26464–26472. DOI: 10.1074/jbc.R113.472936.

15. Shekaftik O.S., Nasirzadeh N. 8-Hydroxy-2’-deoxyguanosine (8-OHdG) as a biomarker of oxidative DNA damage induced by occupational exposure to nanomaterials: А systematic review. Nanotoxicology. 2021;15(6):850–864. DOI: 10.1080/17435390.2021.1936254.

16. Kiecolt-Glaser J.K., Epel E.S., Belury M.A., Andridge R., Lin J., Glaser R. et al. Omega-3 fatty acids, oxidative stress, and leukocyte telomere length: A randomized controlled trial. Brain Behav. Immun. 2013;28:16–24. DOI: 10.1016/j.bbi.2012.09.004.

17. Lipcsey M., Söderberg E., Basu S., Larsson A., Sjölin J., Aström M. et al. F2-isoprostane, infl ammation, cardiac function and oxygenation in the endotoxaemic pig. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids. 2008;78(3):209–217. DOI: 10.1016/j.plefa.2008.01.006.

18. Wang L., Yu X., Liu J.P. Telomere damage response and low-grade infl ammation. Adv. Exp. Med. Biol. 2017;1024:213–224. DOI: 10.1007/978-981-10-5987-2_10.

19. Aramburu T., Plucinsky S., Skordalakes E. POT1-TPP1 telomere length regulation and disease. Comput. Struct. Biotechnol. J. 2020;18:1939–1946. DOI: 10.1016/j.csbj.2020.06.040.

20. Zvereva M.I., Shcherbakova D.M., Dontsova O.A. Telomerase: Structure, functions, and activity regulation. Biochemistry (Mosc.). 2010;75(13):1563–1583. DOI: 10.1134/s0006297910130055.