Уровень продукции активных форм кислорода адипоцитами эпикардиальной жировой ткани у пациентов с выраженным коронарным атеросклерозом взаимосвязан с возрастанием постпрандиальной гликемии

До настоящего времени механизмы окислительного стресса адипоцитов локальных жировых депо у пациентов с кардиометаболическими заболеваниями исследованы в недостаточной степени.

Цель исследования: изучить уровень продукции активных форм кислорода (АФК) в адипоцитах эпикардиальной (ЭЖТ) и подкожной жировых тканей (ПЖТ) у пациентов со стабильной ишемической болезнью (ИБС) и выраженным коронарным атеросклерозом, исследовать потенциальные связи уровней выработки АФК адипоцитами ЭЖТ и ПЖТ с показателями ожирения, накоплением ЭЖТ, гликемией, дислипидемией.

Материал и методы. В исследование включены 19 пациентов (12 мужчин и 7 женщин, 6 пациентов (31,5%) с сахарным диабетом 2-го типа) в возрасте 53–72 лет со стабильной ИБС и выраженным коронарным атеросклерозом, у которых имелись показания для проведения хирургической операции аортокоронарного шунтирования. Материалом для исследования служили адипоциты ЭЖТ и ПЖТ, полученные ферментативным методом из интраоперационных эксплантов. Уровень АФК в адипоцитах определяли флуориметрически с помощью красителя 2,3-дигидродихлорфлуоресцеина диацетата. Оценивали антропометрические показатели ожирения и рассчитывали толщину ЭЖТ (тЭЖТ) с помощью эхокардиографии. Изучали состояние липидтранспортной функции крови и уровни базальной и поспрандиальной глюкозы (ППГ).

Результаты. Уровни выработки АФК адипоцитами ЭЖТ и ПЖТ в общей группе пациентов значимо не различались и составили 1710 (1608; 2079) и 1876 (1374; 2215) усл. ед. соответственно. Уровень продукции АФК адипоцитами ПЖТ не имел корреляционных связей с показателями ожирения, тЭЖТ и содержанием в крови изученных биомаркеров. Уровень выработки АФК в адипоцитах ЭЖТ демонстрировал прямую корреляционную взаимосвязь со значениями ППГ (r_s = 0,62; p < 0,05), но не с показателями общего и абдоминального ожирения, тЭЖТ и дислипидемией. Установлено, что у пациентов со значениями ППГ ≥ 7,7 ммоль/л уровень продукции АФК адипоцитами ЭЖТ (n = 9) превышал таковой у пациентов с более низким уровнем ППГ (n = 10): 2079 (1710; 2458) против 1625,5 (1332; 1699) усл. ед. (p = 0,015) соответственно.

Заключение. Наши данные впервые показывают, что уровень продукции АФК адипоцитами ЭЖТ у пациентов с хронической ИБС и выраженным коронарным атеросклерозом имеет прямую связь с содержанием в крови ППГ. Наиболее высокий уровень выработки АФК в адипоцитах ЭЖТ у этой категории пациентов имеет место при уровне ППГ более 7,7 ммоль/л.

1. Furukawa S., Fujita T., Shimabukuro M., Iwaki M., Yamada Y., Naka jima Y. Increased oxidative stress in obesity and its impact on metabolic syndrome. J. Clin. Invest. 2004;114(12):1752–1761. DOI: 10.1172/JCI21625.

2. Wonisch W., Falk A., Sundl I., Winklhofer-Roob B.M., Lindschinger M. Oxidative stress increases continuously with BMI and age with unfavourable profiles in males. Aging Male. 2012;15(3):159–165. DOI: 10.3109/13685538.2012.66943.

3. Hatami M., Saidijam M., Yadegarzari R. Peroxisome proliferator-activated receptor-γgene expression and its association with oxida tive stress in patients with metabolic syndrome. Chonnam Med. J. 2016;52(3):201−206. DOI: 10.4068/cmj.2016.52.3.201.

4. Prokudina E.S., Maslov L.N., Ivanov V.V., Bespalova I.D., Pismennyi D.S., Voronkov N.S. The role of reactive oxygen species in the pathogenesis of adipocyte dysfunction in metabolic syndrome. Prospects of pharmacological correction. Annals of the Russian Academy of Medical Sciences. 2017;72(1):11–16. DOI: 10.15690/vramn798.

5. Maslov L.N., Naryzhnaya N.V., Boshchenko A.A., Popov S.V., Ivanov V.V., Oeltgen P.R. Is oxidative stress of adipocytes a cause or a consequence of the metabolic syndrome? J. Clin. Transl. Endocrinol. 2019;15:1–5. DOI: 10.1016/j.jcte.2018.11.001.

6. Talior I., Yarkoni M., Bashan N., Eldar-Finkelman H. Increased glucose uptake promotes oxidative stress and PKC-δ activation in adipocytes of obese, insulin-resistant mice. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2003;285(2):E295−E302. DOI: 10.1152/ajpendo.00044.2003.

7. Консенсус российских экспертов по проблеме метаболического синдрома в Российской Федерации: определение, диагностические критерии, первичная профилактика и лечение. Профилактическая медицина. 2010;13(5):27−32.

8. Thalmann S., Juge-Aubry C.E., Meier C.A. Explant cultures of white adipose tissue. In: adipose tissue protocols. Methods Mol. Biol. 2008;456:195−199. DOI: 10.1007/978-1-59745-245-8_14.

9. Suga H., Matsumoto D., Inoue K., Shigeura T., Eto H., Aoi N. et al. Numerical measurement of viable and nonviable adipocytes and oth er cellular components in aspirated fat tissue. Plast. Reconstr. Surg. 2008;122(1):103–114. DOI: 10.1097/PRS.0b013e31817742ed.

10. Jacobellis G., Assael F., Ribaudo M.C. Epicardial fat from echocardiography: a new method for visceral adipose tissue prediction. Obes. Res. 2003;11(2):304−310. DOI: 10.1038/oby.2003.45.

11. Sies H. Hydrogen peroxide as a central redox signaling molecule in physiological oxidative stress: oxidative eustress. Redox Biol. 2017;11:613– 619. DOI: 10.1016/j.redox.2016.12.035.

12. Lee H., Lee Y.J., Choi H., Ko E.H., Kim J. W. Reactive oxygen spe cies facilitate adipocyte differentiation by accelerating mitotic clonal expansion. J. Biol. Chem. 2009;284(16):10601−10609. DOI: 10.1074/jbc.M808742200.

13. Kono T., Robinson F.W., Blevins T.L., Ezaki O. Evidence that translocation of the glucose transport activity is the major mechanism of insulin action on glucose transport in fat cells. J. Biol. Chem. 1982;257(18):10942−10947. DOI: 10.1016/S0021-9258(18)33914-0.

14. May J.M., de Haen C. Insulin-stimulated intracellular hydrogen peroxide production in rat epididymal fat cells. J. Biol. Chem. 1979;254(7):2214−2220. DOI: 10.1016/S0021-9258(17)30209-0.

15. Little S.A., de Haen C. Effects of hydrogen peroxide on basal and hormonestimulated lipolysis in perifused rat fat cells in relation to the mechanism of action of insulin. J. Biol. Chem. 1980;255(22):10888−10895. DOI: 10.1016/S0021-9258(19)70390-1.

16. Loh K., Deng H., Fukushima A., Cai X., Boivin B., Galic S. et al. Reactive oxygen species enhance insulin sensitivity. Cell Metab. 2009;10(4):260−272. DOI: 10.1016/j.cmet.2009.08.009.

17. Salgado-Somoza A., Teijera-Fernández E., Luis Fernández Á., Ramón González-Juanatey J., Eiras S. Proteomic analysis of epicardial and subcutaneous adipose tissue reveals differences in proteins involved in oxidative stress. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2010;299(1):H202– H209. DOI: 10.1152/ajpheart.00120.2010.

18. Dozio E., Vianello E., Briganti S., Fink B., Malavazos A.E., Scognamiglio E.T. et al. Increased reactive oxygen species production in epicardial adipose tissues from coronary artery disease patients is associated with brown-to-white adipocyte trans-differentiation. Int. J. Cardiol. 2014;174(2):413–414. DOI: 10.1016/j.ijcard.2014.04.045.

19. Volpe C.M.O., Villar-Delfino P.H., dos Anjos P.M.F. Cellular death, reactive oxygen species (ROS) and diabetic complications. Cell Death Dis. 2018;9(2):119. DOI: 10.1038/s41419-0170135-z.

20. Han C.Y. Roles of reactive oxygen species on insulin resistance in adipose tissue. Diabetes Metab. J. 2016;40(4):272−279. DOI: 10.4093/ dmj.2016.40.4.272.

21. Monickaraj F., Aravind S., Nandhini P. Accelerated fat cell aging links oxidative stress and insulin resistance in adipocytes. J. Biosci. 2013;38(1):113−122. DOI: 10.1007/s12038-012-9289-0.

22. Houstis N., Rosen E.D., Lander E.S. Reactive oxygen species have a causal role in multiple forms of insulin resistance. Nature. 2006;440(7086):944−948. DOI: 10.1038/nature04634.